- GUIA DE TÉCNICAS INMUNOLÓGICAS 2019 –
- Inmunología - Departamento de Microbiología, Parasitología e Inmunología.
Facultad de Medicina, Universidad de Buenos Aires
INDICE
1. Interacción antígeno-anticuerpo Página 1
2. Interacción Secundaria Ag-Ac Página 1
2.a. Reacciones de precipitación Página 1
2.b. Técnicas inmunológicas basadas en reacciones de precipitación. Página 2
Inmunodifusión Radial Página 2
Inmunoelectroforesis Página 2
2.c. Reacciones de aglutinación Página 3
2.d. Concepto de título Página 5
3. Interacción primaria Ag-Ac Página 7
3.a. Inmunomarcación Página 7
Inmunomarcación con Acs conjugados a ENZIMAS Página 8
Inmunomarcación con Acs conjugados a FLUOROCROMOS Página 8
Citometría de Flujo Página 9
3.b. Radioinmunoanálisis y Técnicas radioinmunométricas Página 12
3.c. ELISA (Enzime Linked ImmunoadSorbent Assay) Página 13
4. Otras técnicas
4.a. Proteinograma electroforético Página 14
4.b. Nefelometría Página 15
4.c. Western Blot Página 15
5. Técnicas de tipificación de antígenos de histocompatibilidad Página 16
5.a. Técnicas serológicas Página 17
5.b. Técnicas moleculares Página 18
6. Cross match Página 22
7. Técnicas inmunológicas para estudiar la funcionalidad de los fagocitos Página 22
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1. INTERACCIÓN ANTÍGENO-ANTICUERPO
La unión antígeno-anticuerpo (Ag-Ac) es una interacción reversible en la que están involucrados enlaces no-
covalentes. En la interacción in vitro de un antígeno (Ag) con su correspondiente anticuerpo (Ac) se
distinguen dos etapas, la interacción primaria no visualizable y la interacción secundaria, que sigue a la
anterior y se caracteriza por la aparición de un fenómeno visible como la aglutinación o la precipitación. Por
otro lado, no siempre que se produce la interacción primaria Ag-Ac, se produce la interacción secundaria, ya
que, para conseguir fenómenos visibles, son indispensables determinadas concentraciones y características
de los Ags y Acs.
2. INTERACCIÓN SECUNDARIA ANTIGENO-ANTICUERPO.
Las técnicas inmunológicas que evidencian la interacción Ag-Ac a través de una reacción secundaria
(precipitación o aglutinación) son, generalmente, más económicas y sencillas que aquellas que permiten
visualizar la interacción primaria (ver más adelante).
2.a. Reacciones de precipitación
Al mezclar cantidades suficientes de Ag soluble con Acs específicos, la interacción Ag-Ac puede dar lugar a
una red capaz de ser visualizada como un precipitado. Esa red de la que hablamos, no es otra cosa que
grandes complejos inmunes (CI) formados por la interacción Ag-Ac. Tal como se observa en la figura, cuando
se agregan concentraciones crecientes de Ag soluble a una cantidad fija de suero conteniendo Acs
específicos, a medida que la cantidad de Ag agregado aumenta, la cantidad de precipitado se incrementa
hasta alcanzar un máximo, luego del cual declina.
En un extremo de la curva de precipitación, cuando se agregan pequeñas cantidades de Ag, los CI se forman
en exceso de Ac. En el otro extremo, al agregar grandes cantidades de Ag, los CI se forman en exceso de
Ag siendo pequeños y probablemente constituidos por una molécula de Ac y dos de Ag. Entre estas dos
situaciones extremas se encuentra la zona de equivalencia, en donde la relación Ag-Ac permite la formación
de grandes redes de CI que precipitan.
La reacción de precipitación depende de la VALENCIA del Ac y del Ag. La valencia del Ac da idea del número
de sitios que posee para reconocer al Ag. De esta manera, un Ac bivalente posee dos sitios capaces de
reconocer al Ag. Del mismo modo, la valencia de un Ag nos habla del máximo número de epitopes que
posee. Para que se pueda producir la interacción secundaria Ag-Ag con la consecuente formación del
precipitado, tanto el Ag como el Ac deben ser, al menos, bivalentes.
Exceso
de Ac
Equiva-
lencia
Exceso
de Ag
Cantidad de Ag agregado
2
2.b. Técnicas inmunológicas basadas en reacciones de precipitación.
1- Inmuno Difusión Radial (IDR)
Esta técnica permite cuantificar de manera sencilla y económica inmunoglobulinas de isotipo G, M y A o
antígenos solubles (C3, C4, transferrina, etc) presentes en muestras biológicas. La técnica se basa en la
difusión de la muestra conteniendo el antígeno a medir (inmunoglobulinas o antígenos solubles) en una
matriz semisólida de agar en la que se encuentra disuelto el Ac específico. La muestra biológica se
introduce en los orificios cilíndricos excavados en el agar y a medida que el antígeno difunde en forma
radial, se alcanza la relación Ag-Ac que permite la formación precipitados visibles. Una vez finalizada la
difusión se mide el radio (R) de los precipitados que es proporcional a la concentración de antígeno
(C). La concentración de proteína en la muestra biológica (Cx) se calcula realizando una curva de
calibración utilizando muestras patrones de concentración conocida.
2- Inmunoelectroforesis (IEF).
La inmunoelectroforesis es una técnica cualitativa que permite la identificación de diferentes componentes
proteicos presentes en distintas muestras biológicas (suero, orina, etc) a través de arcos de precipitación.
La técnica se realiza preferentemente en geles de agarosa y se distinguen dos etapas:
1) La muestras se someten a una separación electroforética.
La asociación entre Ac bivalentes y Ag
monovalentes (un único epitope no repetido)
no permite la formación de CI precipitantes.
La asociación entre Ac bivalentes y Ag
multivalentes permite la formación de CI
precipitantes. El Ag multivalente puede
presentar un sólo epitope repetido o varios
epitopes distintos.
Curva de calibración
Rx
R1
R2
R3
C3
C3
Muestra Biológica de
concentracion desconocida
(Cx)
C1
C2
Muestra patrón de concentración conocida
(C)
R
2
Concentración
de la muestra
C1
C2
Cx
Rx
2
Halo de
precipitado
3
2) Terminada la electroforesis, las proteínas interaccionan con los Acs específicos aplicados en el
agar en un canal paralelo al eje de migración. Luego de un período de difusión de los Acs, se
observan arcos de precipitación cuya forma y posición dependen de las características
inmunoquímicas y de la concentración de cada proteína.
2.c. Reacciones de aglutinación
Las reacciones de aglutinación, tal como vimos para las reacciones de precipitación, involucran una
interacción secundaria entre Ag-Ac que llevará a la aparición de un aglutinado que se visualiza como grumos.
Los principios fisicoquímicos que gobiernan la formación de estos aglutinados son los mismos que gobiernan
la formación de un precipitado. En otras palabras, los principios discutidos anteriormente acerca de la zona de
exceso de antígeno, la zona de equivalencia y la zona de exceso de anticuerpo, son válidas y aplicables a las
reacciones de aglutinación. La gran diferencia entre las reacciones de precipitación y las reacciones de
aglutinación son las características del antígeno: mientras que en las reacciones de precipitación se emplean
antígenos solubles, en las reacciones de aglutinación el Ag es particulado. Con un Ag soluble, también es
posible diseñar una reacción de aglutinación gracias a que es posible utilizar distintas partículas (partículas
inertes o glóbulos rojos) y realizar un pegado químico o fisicoquímico del Ag soluble a dichas partículas,
generando de esa manera un “Ag particulado” útil para fines diagnósticos.
La ventajas de las reacciones de aglutinación
desde el punto de vista de su utilidad en el laboratorio es
que son muy sencillas de realizar, no requieren de ningún equipamiento para su lectura, son rápidas y fáciles
de implementar. Además, presentan una mayor sensibilidad que las reacciones de precipitación por lo que las
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han sustituido en muchos casos. Sin embargo, cabe mencionar, que las reacciones de aglutinación presentan
una menor sensibilidad que las reacciones de interacción primaria tales como ELISA e Inmunofluorescencia
indirecta (ver mas adelante). Esto hace que en determinados casos se prefiera el empleo de una de estas 2
técnicas para la detección de Acs contra un determinado agente patógeno. Las ventajas enumeradas hacen
de las reacciones de aglutinación una valiosa herramienta para diversos estudios serológicos (búsqueda de
Acs específicos contra agentes patógenos) y para la detección de antígenos en fluidos biológicos.
Tipos de reacciones de aglutinación según las características de las partículas aglutinantes:
De acuerdo a las características de las partículas aglutinantes, las reacciones de aglutinación pueden
clasificarse en:
- reacciones de aglutinación activa o directa; o
- reacciones de aglutinación pasiva o indirecta.
Las reacciones de aglutinación activa o directa
se basan en el empleo de la partícula aglutinante como
antígeno. Como ejemplos podemos mencionar:
Partícula aglutinante
Reacción
Utilidad diagnóstica
Glóbulos rojos
Determinación de grupo sanguíneo y factor
Rh
Glóbulos rojos
Coombs indirecta
Determinación de sensibilización por
incompatibilidad Rh
Glóbulos rojos
Coombs directa
Determinación de eritroblastosis fetal
Bacterias (Brucella)
Huddleson
Búsqueda de Ac anti-Brucella en sueros
humanos (banco de sangre)
Parásitos (Trypanosoma
cruzi)
AD-Chagas
Búsqueda de Ac anti-T. cruzi en sueros
humanos (banco de sangre)
Parásitos (Toxoplasma
gondii)
AD-Toxo
Búsqueda de Ac anti-T. gondii en sueros
humanos (banco de sangre)
Las reacciones de aglutinación pasiva o indirecta
se basan en el empleo de una partícula aglutinante
inerte a la cual se la ha unido un antígeno. Como ejemplos podemos mencionar:
Partícula aglutinante
Reacción
Utilidad diagnóstica
Glóbulos rojos + lisado de
T. cruzi
HAI-Chagas
Búsqueda de Ac anti-T. Cruzi en sueros
humanos (banco de sangre)
Glóbulos rojos + lisado de
T. gondii
HAI-Toxo
Búsqueda de Ac anti-T. Gondii en sueros
humanos (banco de sangre)
Látex + gp120
Búsqueda de Ac anti-VIH en sueros
humanos (banco de sangre)
Látex + sHBV
Búsqueda de Ac anti-HBV en sueros
humanos (banco de sangre)
Látex + estreptolisina O
ASTO
Búsqueda de Ac anti-estreptolisina O en
sueros humanos (infección por
estreptococo -hemolítico)
Como se desprende de la tabla anterior, los soportes particulados para las reacciones de aglutinación
indirecta pueden ser glóbulos rojos (en este caso se habla en general de “hemaglutinación”) o partículas de
látex. El empleo de este tipo de partículas inertes ha permitido extender el rango de utilidad de la técnica de
aglutinación a la determinación de Ac contra agentes infecciosos tales como el VIH o el HBV, e inclusive para
la determinación de Ac contra moléculas solubles (estreptolisina O, proteína C reactiva, etc.).
Como paso indispensable para la preparación de este tipo de reactivos, es necesaria una etapa de incubación
entre la partícula inerte y el antígeno soluble sensibilizante (en general, los Ag sensibilizantes son proteínas,
aunque es posible inmovilizar hidratos de carbono), que permitirá el “pegado” del mismo a la partícula. Este
procedimiento puede realizarse por simple adsorción (unión no covalente del Ag a la partícula) o por unión
covalente. En la mayoría de los casos se requiere un acondicionamiento previo de la superficie de la
partícula. Para el caso de los glóbulos rojos, esto se logra por incubación con ácido tánico (proceso
denominado “tanado”) o con CrCl
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. Una vez realizado el “pegado” del Ag a la superficie del glóbulo rojo, las
partículas pueden ser fijadas con agentes químicos tales como el glutaraldehído con el objeto de darles
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mayor estabilidad en el tiempo y a los cambios de temperatura, lo que aumenta la vida útil del reactivo
diagnóstico.
Tipos de reacciones de aglutinación pasiva o indirecta según la identidad de la especie “pegada” a las
partículas aglutinantes:
Las reacciones de aglutinación pasiva o indirecta
más ampliamente empleadas se basan en la
sensibilización de la partícula inerte con el Ag, por lo que resultan útiles para la detección y titulación de Ac en
distintos fluidos biológicos. Como ejemplos, basta repasar la información brindada en la tabla anterior.
Sin embargo, también es posible inmovilizar el anticuerpo específico en la superficie de la partícula
inerte (en general, se inmoviliza un anticuerpo monoclonal –AcMo), siendo este tipo de reacciones
particularmente útiles para la detección de Ag en distintas muestras biológicas. Este tipo de reacciones se
denominan aglutinación pasiva o indirecta reversa
.
2.d. Concepto de TÍTULO
Ya se mencionó que las reacciones de aglutinación directa son útiles para la detección y titulación de
Ac en distintos fluidos biológicos. Es importante destacar que NO es posible determinar la concentración de
Ac sino que, en el mejor de los casos, será posible calcular un título de Ac. Para ello, se realiza la incubación
de diluciones seriadas del suero del paciente con cantidades constantes de Ag y se elige arbitrariamente
como título
la inversa de la máxima dilución de suero que produce aglutinación visible. En determinadas
muestras en las que existe una gran cantidad de Ac es posible que a diluciones bajas (es decir, a altas
concentraciones de suero) no se observe aglutinación. Este fenómeno se denomina efecto “prozona” y se
debe a que en exceso de Ac se forman preferentemente complejos Ag-Ac solubles (como los formados en la
zona de exceso de Ac en la curva de precipitación). En este caso, el título
de Ac sigue siendo la máxima
dilución de suero que produce aglutinación visible.
Teniendo dos muestras de suero de un mismo paciente tomadas a diferentes tiempos, es posible
comparar mediante esta técnica el título de Acs en ambas muestras. Se denomina SEROCONVERSIÓN a la
aparición de Acs o al aumento del título de Acs en 4 veces en un periodo entre 3 y 4 semanas.
Ag particulado:
cantidades constante
Suero:
Diluciones crecientes
AGLUTINACION
1/2 1/4 1/8 1/16 1/32 1/64
- + + + + -
TITULO: 32
Prozona
Particula inerte
Ag soluble
Ac específico
REVERSA
Aglutinación pasiva o indirecta
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En el caso de reacciones de aglutinación reversa, será posible calcular una concentración de Ag en
una muestra si se realiza en paralelo una curva de titulación empleando una solución estándar de Ag. Por
comparación de la máxima dilución de la solución estándar que produce aglutinación visible con la máxima
dilución de la muestra que produce aglutinación visible, se podrá calcular la concentración de Ag en la
muestra.
Existe además una variante de la aglutinación que permite calcular la concentración de Ag en una
muestra. Dicha técnica se denomina “inhibición de la hemaglutinación” y consiste en incubar cantidades
constantes de la partícula aglutinante sensibilizada con el Ag de interés (Ag particulado), con cantidades
constantes y aglutinantes del Ac especifico. A esta mezcla, capaz de aglutinar, se la enfrenta con cantidades
variables de Ag libre como competidor. A partir de una determinada concentración de Ag libre, se producirá
una inhibición de la aglutinación por competición del Ag libre por el Ac (que de esta manera no podrá unirse al
Ag particulado para aglutinar).
Si se realiza una curva de este tipo con una solución estándar de Ag libre se podrá calcular la concentración
(micromolar, g/ml, etc) que inhibe la aglutinación. Luego, determinando qué dilución de Ag libre presente en
una muestra biológica produce dicha inhibición de la aglutinación, será posible calcular la concentración de
Ag libre en la muestra problema.
Detección de IgG e IgM+IgG: reacciones de aglutinación con y sin 2-mercaptoetanol (2-ME):
Varios reactivos diagnósticos actualmente disponibles en el mercado y en los laboratorios permiten
determinar si el título de Ac obtenido en una reacción de aglutinación directa o indirecta corresponden a IgG o
a la suma de IgM más IgG. Esto se debe a que ambos tipos de inmunoglobulinas son aglutinantes. Por otra
parte, en muchos casos es útil conocer si el paciente posee Ac de tipo IgM o IgG porque eso puede facilitar el
seguimiento del paciente o determinar un tratamiento. Para ello, se ha desarrollado la técnica de aglutinación
en ausencia y en presencia de 2-ME. Cuando se realiza la titulación del suero del paciente por aglutinación en
ausencia de 2-ME y se informa un título, en realidad se está informando una actividad aglutinante que es la
suma de la actividad aglutinante de la IgM y de la IgG. Si, siguiendo el protocolo provisto por el fabricante, se
realiza la técnica en presencia de 2-ME produce una reducción suave/parcial de la IgM. Como la IgM
monomérica resultante no es aglutinante, el título que se obtiene al realizar la técnica de aglutinación en
presencia de 2-ME corresponderá exclusivamente a la actividad aglutinante de la IgG. De este modo, la
realización de la aglutinación en presencia y ausencia de 2-ME permitirá determinar la presencia de IgG e IgM
contra el Ag sensibilizante. En determinados casos (toxoplasmosis) es importante determinar la presencia de
IgM porque es indicio de infección activa. La caída en el título del suero por aglutinación en ausencia vs. en
presencia de 2-ME es indicio de la presencia de IgM específica para el parásito.
3. INTERACCIÓN PRIMARIA ANTÍGENO-ANTICUERPO
Si bien la interacción primaria Ag-Ac no es visible, existen distintos métodos que hacen posible visualizarla.
La estrategia consiste en "marcar" al Ac o al Ag mediante la unión covalente (conjugación) de determinadas
Globulo rojo con Ag + Ac
(relación aglutinante)
AGLUTINACION
+ - - - + +
Inhibición de la hemaglutinación
Sin Ag libre
Ag libre:
Diluciones crecientes
1/2 1/4 1/8 1/16 1/32
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moléculas, tales como FLUOROCROMOS, ISOTOPOS RADIOACTIVOS o ENZIMAS, para poder hacer
visible esa primera interacción. Tal como se observa en la Tabla, dependiendo del marcador que se utilice, la
técnica inmunológica recibe un determinado nombre y utiliza un sistema de detección diferente. Las técnicas
que veremos a continuación no son tan sencillas y económicas como las que vimos anteriormente, sin
embargo son mucho mas sensibles, es decir, son capaces de detectar menores concentraciones de Ag o Ac.
Técnica Inmunológica
MARCADOR
Sistema de detección
a- Inmunomarcación
Enzima
Microscopio óptico
Fluorocromo
Microscopio de fluorescencia
Citómetro de Flujo
b- Radioinmunoanálisis (RIA)
Técnicas radioinmunométricas
(PRIST, RAST)
Isótopo
Radioactivo
Contador de Radiación
c- ELISA
Enzima
Espectrofotómetro
3.a. INMUNOMARCACION
Las técnicas de inmunomarcación utilizando Ac conjugados permiten detectar la presencia de Ags en tejidos
(inmunohistoquímica) o células (inmunocitoquímica). La imunomarcacion de tejidos se realiza sobre cortes de
tejido fijado montado sobre un portaobjetos. A través de estas técnicas es posible detectar tanto Ags celulares
(de membrana, citoplasmáticos o nucleares) como extracelulares (matriz extracelular, membrana basal, etc.)
La imunomarcacion de células puede efectuarse sobre células vivas o fijadas, las cuales pueden hallarse en
suspensión o adheridas a un soporte sólido (portaobjetos). Esta técnica permite detectar Ags localizados en la
membrana plasmatica, citoplasma o núcleo de la célula.
La inmunomarcación DIRECTA es la forma mas simple de localizar un Ag y consiste en utilizar un Ac
"marcado" específico para dicho Ag (Ac primario). Para realizar esta técnica, se incuba la muestra con el Ac
primario "marcado" durante un determinado tiempo, a la temperatura indicada, luego del cual se retira el
exeso de Ac mediante un lavado y se procede a la detección de la marca.
La inmunomarcacion INDIRECTA utiliza un Ac primario sin marcar que reconoce al Ag de interés y luego,
para evidenciar la presencia del Ag, emplea un segundo Ac marcado (Ac secundario) capaz de reconocer el
Ac primario. Por ejemplo, si el Ac primario es una IgG de ratón, el Ac secundario podrá ser anti-IgG de ratón
hecho en conejo.
INMUNOMARCACION DIRECTA
Ac marcado
Ag
Célula
portaobjetos
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Para realizar esta técnica, se incuba la muestra con el Ac primario, tal como vimos anteriormente, se realiza
un lavado para retirar el exeso de Ac y luego se incuba con el segundo Ac marcado. Posteriromente se
realiza un lavado y se procede a la detección de la marca.
Inmunomarcación
VENTAJAS
DESVENTAJAS
Directa
Rápida y sencilla.
Se necesita un Ac primario marcado
para cada Ag a detectar (los Ac
marcados son más caros que los Ac
no marcados .
Menos sensible.
Indirecta
Mas sensible.
Un mismo Ac secundario
puede reconocer distintos Ac
primarios (generados en la
misma especie)
Lleva mas tiempo.
Inmunomarcación con Acs conjugados a ENZIMAS
Esta técnica suele utilizarse para inmunohistoquímica y para detectar Ag sobre células adheridas a
portaobjetos. Una vez realizada la inmunomarcación (directa o indirecta) la presencia del Ac conjugado con la
enzima se evidencia por el agregado de un sustrato incoloro. La acción de la enzima sobre el sustrato genera
un producto coloreado que precipita en el lugar donde ocurrió la reacción y es visualizado al microscopio
óptico. Los sustratos incoloros que viran a un producto coloreado se los conoce con el nombre de
cromógenos. El hecho de que existan distintos cromógenos capaces de generar productos de distinto color,
permite que puedan detectarse Ag diferentes en un mismo corte de tejido o célula.
Inmunomarcación con Acs conjugados a FLUOROCROMOS
Esta técnica es comúnmente conocida como Inmunofluorescencia se utiliza tanto para imnunohistoquímica
como para imnunocitoquímica. La presencia del Ac conjugado con el flourocromo no necesita de ninguna
reacción química para hacerse evidente. Los fluorocromos emiten luz de una determinada longitud de onda
luego de ser exitados por un haz de luz de longitud de onda menor. Cada fluorocromo es capaz de emitir luz
dentro de un determinado espectro de longitud de onda. Por ejemplo, el fluorocromo denominado
Isotiocianato de Fluoresceina (FITC) emite en la gama del verde, mientras que la Ficoeritrina emite en la
gama del rojo. El hecho de que existan distintos fluorocomos capaces de emitir a diferentes longitudes de
onda, permite que puedan detectarse Ag diferentes en un mismo corte de tejido o célula. La visualización de
la fluorescencia puede realizarse utilizando un microscopio de fluorescencia (para cortes de tejido o células
en portaobjetos) o por Citometría de flujo (para células en suspensión).
INMUNOMARCACION INDIRECTA
Célula
portaobjetos
Ac secundario marcado
Ac primario
Ag
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Citometría de flujo
La citometría de flujo (CMF) es un procedimiento altamente eficiente para caracterizar poblaciones celulares
que se encuentren en suspensión. En un principio, se utilizaba fundamentalmente para identificar el fenotipo
celular, es decir la expresión diferencial de antígenos en la membrana plasmática, pero hoy día son muchos
los parámetros estructurales y funcionales que se pueden medir por CMF (Figura 1). Entre las muchas
ventajas que presenta en relación a la microscopía de fluorescencia se encuentran la posibilidad de analizar
un número muy elevado de células en pocos segundos y la posibilidad de cuantificar la intensidad de
fluorescencia. La principal desventaja radica en el alto costo de la adquisición y mantenimiento del citómetro
de flujo.
Figura 1
:
La citometría de flujo se ha utilizado en biomedicina con diferentes objetivos:
En hematología
: contaje celular, fórmula leucocitaria, contaje reticulocitario, análisis de médula ósea.
En farmacología
: estudios de cinética celular.
En inmunología: subpoblaciones de linfocitos, estimulación linfocitaria.
En oncología
: diagnóstico/pronóstico, monitorizar tratamiento.
En microbiología: diagnóstico bacteriano y vírico, sensibilidad a antibióticos.
Citómetro de flujo:
Se define como citómetro de flujo al aparato que es capaz de medir componentes y propiedades de células y
organelas celulares (partículas biológicas) que fluyen en una suspensión celular. Los cell sorters tienen las
mismas prestaciones y posibilidades que los citómetros de flujo pero con la capacidad adicional de separar
partículas selectivamente de la suspensión líquida.
Debido a las especiales características de los citómetros de flujo, la muestra a analizar debe encontrarse en
forma de suspensión monodispersa. Hay muestras como la sangre periférica, médula ósea, u otros fluidos
biológicos, que precisan de un mínimo procesamiento; en cambio los tumores sólidos o las muestras
parafinadas necesitan de una disgregación más o menos intensa (mecánica, enzimática, etc.).
Para su análisis, las células en suspensión son forzadas a pasar, de a una por vez, a través de un filamento
muy delgado. Un haz de rayo láser incide en cada célula lo que resulta en la dispersión de la luz en distintas
direcciones. Una serie de tubos fotomultiplicadores (FM) detectan la luz dispersada brindando información
acerca del tamaño, la granularidad o complejidad celular, como así también de la emisión de fluorescencia en
el caso de que la célula haya unido un anticuerpo marcado con un fluorocromo.
A continuación, se muestra un esquema de un citómetro de flujo:
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Análisis y presentación de los resultados:
Los datos de tamaño celular, granularidad celular y fluorescencia (en caso de haberse usado anticuerpos
marcados con fluorocromos) son analizados mediante un software específico y se presentan como gráficos,
de los cuales se dan a continuación los ejemplos más comunes:
1) Gráfico “dot plot” de tamaño versus granularidad:
Tamaño celular (FSC)
Granularidad (SSC)
Leucocitos de sangre periférica
Neutrófilos
Monocitos
Linfocitos
Ac con
fluorocromo
verde
Corriente de flujo
con las células
pasando de a una
FM para
fluorescencia verde
FM para fluorescencia roja
FM para tamaño
FM para granularidad
Células
marcadas con
Acs
fluorescentes
Ac con
fluorocromo
rojo
Computadora
que analiza
los datos
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Se muestra un ejemplo de leucocitos de sangre periférica humana en el que se diferencian claramente las
regiones correspondientes a los neutrófilos (de mayor complejidad granular por la presencia de lisosomas),
monocitos (de complejidad intermedia, pero mayor tamaño) y linfocitos (pequeños y sin gránulos en el
citoplasma). En este caso no se utilizó ningún anticuerpo para marcar las células.
2) Histograma de fluorescencia:
Se muestra un ejemplo de células de estirpe monocítica marcadas con un anticuerpo monoclonal dirigido
contra el antígeno CD18. El anticuerpo está marcado con isocianato de fluoresceína (FITC) (fluorescencia
verde) y es de isotipo IgG1 murino. Como control de pegado inespecífico, las células se incuban, por otro
lado, con IgG1 murina marcada con FITC pero que no está dirigida contra ningún antígeno celular (control de
isotipo).
3) Gráfico “dot plot” de fluorescencia verde (FL1) versus fluorescencia roja (FL2):
Se muestra un ejemplo de leucocitos de sangre periférica de un paciente con leucemia linfática crónica de
células B que fueron marcados simultáneamente con 2 anticuerpos: anti-CD4 marcado con FITC y anti-CD8
marcado con ficoeritrina (PE) (fluorescencia roja, FL2). Se distinguen 3 poblaciones: en el cuadrante superior
izquierdo se encuentran los linfocitos T CD8 positivos, en el cuadrante inferior derecho, los T CD4 positivos y
CD18-FITC
fluorescencia verde (FL1)
Número de células
Células no marcadas
(control de isotipo)
Células CD18
positivas
Linfocitos T CD4
+
y CD8
+
de
sangre periférica en un paciente
con leucemia de células B
CD4-FITC
CD8-PE
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en el cuadrante inferior izquierdo las células que no expresan ni CD8 ni CD4 (linfocitos B, células NK). La
ausencia de puntos en el cuadrante superior derecho indica que no hay células que expresen
simultáneamente CD4 y CD8. Si se hubiesen marcado células de timo, la mayoría de los puntos se
encontrarían en el cuadrante superior derecho.
3.b. RADIOINMUNOANÁLISIS (RIA) Y TÉCNICAS RADIOINMUNOMÉTRICAS (PRIST, RAST)
La técnica de radioimnunoanálisis (RIA) permite cuantificar la presencia de pequeñas cantidades de un
determinado Ag o Ac en una muestra biológica. Si bien es una técnica sumante sensible, en la actualidad no
es tan utilizada como lo era antes y ha sido reemplazada por otras técnicas que no utilizan radioisótopos. La
técnica se basa en la inhibición competitiva de la unión de un Ag marcado radiactivamente con su Ac
especifico, por parte de Ags idénticos no marcados presentes en la muestra a analizar. Para realizar la
técnica debe contarse de antemano con: 1) Acs específicos contra la molécula a cuantificar (esa molécula
puede ser un Ag o una inmunoglobulina), 2) la molécula a cuantificar marcada radioactivamente y 3) la
muestra a analizar (donde se encuentra la molécula a cuantificar).
Tal como puede verse en el esquema, los complejos inmunes formados por la molécula marcada (Ag
caliente) y el anticuerpo específico se enfrentan a la muestra que posee la molécula sin marcar (Ag frío). Si la
concentración de Ag frío es mayor, se producirá el desplazamiento del Ag caliente y por lo tanto, la
radioactividad de los complejos Ag-Ac irá disminuyendo, mientras que la radioactividad de la fracción de Ag
libre aumentará. Realizando una curva patrón con concentraciones conocidas de Ag libre puede calcularse,
luego, la concentración de Ag en la muestra biológica.
Las técnicas radioinmunométricas permiten la detección de un Ag presente en una muestra mediante el
uso de anticuerpos conjugados a un isotopo radioactivo. No deben considerarse sinónimo de RIA ya que no
se basan en la inhibición competitiva por desplazamiento del Ag caliente.
La técnica de PRIST (Paper disk Radio ImmunoSorbent Test) es utilizada para medir los niveles de IgE en
sueros. La IgE sérica está presente normalmente en bajas concentraciones y se encuentra aumentada, por
ejemplo, en pacientes alérgicos. Tal como se observa en la figura, se utiliza un soporte sólido (disco de papel)
en el cual vienen adsorbidos los Ac anti-IgE (anticuerpos de captura). Los discos de papel se incuban con el
suero del paciente y los Ac IgE presentes en el suero se unirán con los Ac específicos del disco de papel.
Luego de la incubación y lavado, se adiciona un Ac anti-IgE conjugado con un isótopo radioactivo, el cual
reconocerá a la IgE unida al anticuerpo de captura. Luego de la incubación y lavado, se realiza la lectura de
radioactividad del disco de papel. Los resultados se comparan con aquellos obtenidos en una curva de
calibración a fin de determinar la concentración de IgE en el suero.
La técnica de RAST (disk RadioAllergoSorbent Test) se utiliza para dosar los niveles de IgE específica para
un alergeno en particular. El alergeno viene adsorbido a un disco de papel y luego se incuba el suero del
paciente alérgico. Si en el suero están presentes las IgEs específicas quedarán unidas al alergeno y luego
podrán ser reconocidas por Acs anti-IgE conjugados con isótopos radioactivos. Luego de la incubación y
Ag: antígeno caliente. Ac: anticuerpo específico. Ag: antígeno frío.
Radioinmunoanálisis (RIA)
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
Ag-Ac
+
Ag
Ag Ag Ag
Ag Ag
Ag Ag Ag
Ag
Ag
Ag Ag Ag
Ag Ag
Ag Ag Ag
Ag
13
lavado, se realiza la lectura de radioactividad del disco de papel y los resultados se comparan con aquellos
obtenidos en una curva de calibración a fin de determinar la concentración de IgE específica en el suero.
3.c. ELISA (Enzime Linked ImmunoadSorbent Assay)
La técnica de ELISA utiliza Acs marcados con una enzima (generalmente la peroxidasa) para poder visualizar
la reacción Ag-Ac. La técnica se utiliza tanto para la determinación de Ags como de Acs.
Determinación de Ag por ELISA
La modalidad más frecuente del método ELISA para la determinación de Ags es el modelo ELISA "Sandwich"
directo. En este modelo, el Ac específico para el Ag de interés, se encuentra adsorbido en un soporte sólido
(placa de petri), sobre el que se añadirá la muestra biológica. En el caso de que en dicha muestra se
encuentre el Ag, quedará capturado en la placa y será puesto en evidencia tras la adición de otro Ac
específico conjugado con la enzima. Por último, se añade el substrato sustrato incoloro que, por acción de la
Agregado del suero del
paciente
IgE específica
presente en el suero
del paciente
Agregado del Ac anti-IgE
marcado radioactivamente
Disco de papel con
alergeno adsorbido
Lectura de
radioactividad
RAST
Acs anti-IgE marcado
radioactivamente
Agregado del suero del
paciente
IgE presente en el
suero del paciente
Agregado del Ac anti-IgE
marcado radioactivamente
Disco de papel con
Ac.de captura anti-IgE
Lectura de
radioactividad
PRIST
Acs anti-IgE marcado
radioactivamente
14
enzima, dará un producto coloreado que producirá un color observable a simple vista y cuantificable mediante
un espectrofotómetro.
Determinación de Acs por ELISA
Para la determinación de Acs específicos para un determinado Ag se utiliza normalmente la modalidad de
ELISA indirecto en donde el Ag de interés se encuentra adsorbido en la placa de ELISA. Se pueden utilizar
como antígenos, proteínas virales o bacterianas e incluso virus completos, pero cada día es más frecuente
adsorber exclusivamente las proteínas de interés inmunológico. Esta es una de las técnicas de elección para
buscar Acs contra proteínas del virus HIV en sueros de pacientes. Los pasos de la técnica se encuentran
esquematizados en la figura.
4. OTRAS TÉCNICAS INMUNOLÓGICAS
4.a PROTEÍNOGRAMA ELECTROFORÉTICO
El proteínograma electroforético es un técnica sencilla de laboratorio que permite separar en 5 fracciones o
grupos a las proteínas presentes en un determinado fluido biológico (suero, orina, etc.). La técnica se basa en
la separación electroforética de las distintas proteínas por medio de la aplicación de un campo eléctrico sobre
un soporte de agarosa o acetato de celulosa. Una vez finalizada la corrida electroforética las bandas proteicas
pueden ser visualizadas luego de la utilización de colorantes para proteínas. Posteriormente, las bandas que
se observan a simple vista (Figura A) pueden ser cuantificadas por un densitómetro, el cual cuantifica la
intensidad y anchura de cada banda (Figura B), pudiendo obtenerse los porcentajes de cada una de las 5
fracciones proteicas.
Las distintas fracciones que podemos encontrar son: Albumina, alfa 1 globulinas (α1), alfa 2 globulinas
(α2), beta globulinas (β) y gamma globulinas (γ).
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