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Medicina & Laboratorio, Volumen 15, Números 3-4, 2009
Tecnología
Medicina & Laboratorio: Programa de Educación Médica Contínua Certicada
Universidad de Antioquia, Edimeco
Espermograma
Ana Isabel Toro Montoya
1
E
l análisis del semen o espermograma es una prueba de laboratorio simple de gran importan-
cia para la evaluación de la infertilidad en las parejas y para el estudio de las enfermedades
genitales masculinas y de otras patologías, como las causadas por la exposición a produc-
tos químicos, factores ambientales y medicamentos, entre otras [1]. Muchos de los parámetros
y técnicas descritas hace más de 50 años [2, 3] continúan teniendo validez en la actualidad. El
espermograma básico evalúa las características generales del semen, como son la apariencia y el
volumen, el número de espermatozoides, la motilidad, la morfología, la vitalidad y la presencia
de leucocitos. El recuento y la motilidad de los espermatozoides tienen utilidad para determinar
si hay suficientes espermatozoides que puedan alcanzar el ovocito, en tanto que la morfología de
los espermatozoides se considera como el parámetro del espermograma que más se asocia con
la capacidad de fertilización [4, 5]. Otros parámetros adicionales a los ya mencionados, como las
pruebas inmunológicas que detectan anticuerpos contra los espermatozoides y la pruebas fun-
cionales como las de unión del espermatozoide a la zona pelúcida y penetración al ovocito, se
utilizan como pruebas complementarias en la evaluación de la pareja infértil [6]. En este módulo
se presenta una descripción de los parámetros que componen un espermograma básico y correla-
ciona los resultados con posibles alteraciones de los órganos genitales masculinos.
Resumen: el espermograma es una prueba esencial en el análisis de la infertilidad y para el
estudio de las enfermedades genitales masculinas. El análisis del semen o espermograma
incluye la evaluación de los espermatozoides, el líquido seminal y la presencia de otras
células, como los leucocitos y las bacterias. El análisis del semen aporta información
importante en cuanto al proceso de espermatogénesis, la función de los espermatozoides
y la función de las glándulas sexuales accesorias. El personal del laboratorio que procesa
las muestras debe estar capacitado para realizar un espermograma con calidad que ayude
al clínico a llegar a un diagnóstico diferencial, apoyado por pruebas adicionales más
especializadas cuando sea necesario. Se debe seguir un control de calidad riguroso que
garantice la reproducibilidad de los resultados y minimice los errores inter e intra-observador.
En el presente módulo se hace una revisión de los parámetros que se deben evaluar en un
espermograma básico de rutina y se describe la metodología para un estudio adecuado
del semen. Finalmente, se mencionan brevemente otras pruebas especializadas, como el
cultivo de semen y las pruebas de penetración.
Palabras clave: espermatogénesis, espermograma, parámetros microscópicos,
parámetros macroscópicos, laboratorio.
Toro-Montoya AI. Espermograma. Medicina & Laboratorio 2009, 15: 145-169.
Módulo 14 (Tecnología) número 11. Editora Médica Colombiana S.A., 2009
®
.
Recibido el 18 de enero, 2009; aceptado el 20 de febrero 2009.
1.
Bacterióloga y Laboratorista Clínica. Magíster en Virología. Coordinadora Científica, Editora Médica Colombiana S.A.
Carrera 43C No. 5-33. Medellín, Colombia. E-mail: [email protected]
Espermograma
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Figura 1. Las espermatogonias se dividen por mitosis para generar los espermatocitos primarios. Los espermatocitos pri-
marios inician su división meiótica para dar origen a dos espermatocitos secundarios, los cuales a su vez se dividen nueva-
mente por meiosis para generar dos espermátides. Posteriormente comienza el proceso de maduración de la espermátide
(espermiogénesis): el citoplasma se reduce, el núcleo se alarga y queda en la cabeza del espermatozoide, las mitocondrias
se ubican en el cuello y los centríolos dan origen al flagelo.
Espermatogénesis
La espermatogénesis es un proceso complejo mediante el cual las células madres germinales
se dividen para renovarse y para generar células hijas que se convertirán en espermatozoides.
Este proceso que convierte una célula esférica diploide (46 cromosomas, XY) en cuatro células
haploides (23 cromosomas, X o Y) flageladas, ocurre dentro de los túbulos seminíferos en los
testículos y dura aproximadamente dos meses en los mamíferos. Los túbulos seminíferos están
recubiertos por las células de Sertoli [7], de sostén, las cuales están unidas fuertemente para divi-
dir el espacio de los túbulos seminíferos en dos compartimentos: el basal y el luminal, formando
la base de la barrera hemato-testicular con el fin de que la espermatogénesis ocurra en un sitio
privilegiado inmunológicamente, ya que los espermatozoides comienzan a ser producidos en la
pubertad y son considerados “extraños” para el sistema inmune que desarrolla el reconocimiento
de lo propio durante el primer año de vida. Dentro de los túbulos, las células germinales van
formando capas dependiendo de su grado de diferenciación; es decir, junto a la membrana basal
yacen las espermatogonias, seguidas por los espermatocitos primarios, espermatocitos secunda-
rios y las espermátides cerca a la luz del túbulo [8, 9], como se observa en la figura 1.
Etapas de la espermatogénesis
La espermatogénesis es un proceso continuo que comienza en la pubertad y perdura toda la
vida. La duración de un ciclo completo de espermatogénesis es de 60 días en el hombre.
La espermatogénesis comienza con la división mitótica de la espermatogonia (2n), que da ori-
gen a los espermatocitos primarios (2n). Posteriormente se da una división meiótica que da origen
a los espermatocitos secundarios (1n) y éstos a su vez por otro ciclo de meiosis dan origen a las
espermátides (1n), las cuales tendrán la mitad del material genético original (23 cromosomas),
como se observa en la figura 1.
Espermatogonia
Espermatocito primario
Espermatozoides
Mitosis
Meiosis
Meiosis
Espermatocito secundario
Testículo
Epidídimo
Célula
de Sertoli
Túbulo
seminífero
Túbulo seminífero
(corte seccional)
Espermátides
(en dos estadios
de diferenciación)
Espermiogénesis
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Luego comienza un ciclo de ma-
duración mediante el cual las esper-
mátides maduran a espermatozoides
funcionales en las células de Sertoli
[7]. Este proceso de maduración se
conoce con el nombre de espermio-
génesis, el cual puede durar varias
semanas y consiste en una serie de
eventos, los cuales se enuncian en la tabla 1. Al completarse la maduración del espermatozoide,
el citoplasma de las células de Sertoli se retracta de alrededor del espermatozoide, liberándolo a
la luz de los túbulos.
Los espermatozoides dentro de los testículos tienen poca o ninguna movilidad y son incapa-
ces de fertilizar el ovocito, adquieren su funcionalidad sólo después de atravesar el epidídimo,
donde finalizan su proceso de maduración. Esta etapa tiene una duración de 10 a 15 días [8].
El espermatozoide
El espermatozoide es la célula reproductora sexual masculina. Es una célula haploide, por lo
que sólo contiene 23 cromosomas (1n). Los espermatozoides constan de tres regiones:
Cabeza: contiene el núcleo haploide cubierto por el acrosoma y un par de centriolos detrás
del núcleo. El acrosoma contiene enzimas como la hialuronidasa y la acrosina que facilitan la
penetración del espermatozoide al ovocito.
Segmento intermedio o cuerpo: región que une la cabeza con la cola y que contiene la carga
mitocondrial que provee la energía necesaria (ATP) para la movilidad del espermatozoide.
Cola o flagelo: da la movilidad al espermatozoide.
En la figura 2 se observa un esquema de un espermatozoide con sus componentes estructu-
rales.
Figura 2. Representación esquemática de un espermatozoide maduro con sus componentes estructurales.
Tabla 1. Eventos que suceden en la espermiogénesis
Formación del acrosoma
Formación del flagelo
Reorganización de las mitocondrias alrededor de la parte media
Condensación del núcleo al 10% del tamaño original
Pérdida de gran parte del citoplasma
Acrosoma
Cola
Segmento intermedio
Centriolos
Núcleo
Mitocondrias
Filamento axial
Membrana
plasmática
Cabeza
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Durante la eyaculación, los espermatozoides son liberados del epidídimo, donde se alma-
cenan, a través del conducto deferente y se mezclan con las secreciones de la próstata y otras
glándulas para conformar el semen.
El espermograma
El espermograma tiene como finalidad evaluar el semen y los espermatozoides. Entre las prin-
cipales indicaciones se incluyen la evaluación de la función de los órganos genitales masculinos,
el estudio de la pareja infértil y la búsqueda de espermatozoides después de una vasectomía o
de una reversión de una vasectomía. Tiene utilidad clínica como prueba de tamización para la
infertilidad y para determinar su causa probable [10]. La combinación de varios de sus paráme-
tros tiene mayor valor predictivo que el uso de los parámetros individuales [11]. En la tabla 2 se
enumeran las principales indicaciones del espermograma.
El espermograma tiene sus limitaciones y la más importante es la variabilidad de los paráme-
tros en un mismo individuo. Es así como las muestras recogidas por un mismo individuo, bajo
condiciones iguales y con el mismo período de abstinencia, pueden mostrar variaciones en todos
los parámetros [12]. Por lo tanto, se sugiere hacer al menos dos espermogramas en muestras di-
ferentes, antes de hacer un diagnóstico definitivo [10, 13].
Toma de la muestra
De acuerdo con las recomendaciones de la Organización Mundial de la Salud (OMS) [13], la
muestra para el espermograma se debe tomar siguiendo las siguientes normas:
Se debe entregar al paciente una hoja de instrucciones escrita con claridad sobre la manera
de recoger el semen y trasladarlo al laboratorio.
Lo ideal es recoger la muestra después de dos días y no más de siete de abstinencia sexual. En
el formulario que acompaña a cada análisis de semen se debe anotar el nombre del paciente,
el período de abstinencia, la fecha y la hora de la recolección.
Para hacer la evaluación inicial se deben recoger dos muestras independientes de semen. El
tiempo transcurrido entre las recolecciones depende de las circunstancias, pero no debe ser
menor de siete días ni mayor de tres meses. Si los resultados de estas evaluaciones son muy
distintos, se deben analizar más muestras de semen, pues dentro de un mismo individuo
pueden ocurrir variaciones importantes en la producción de espermatozoides.
Lo ideal es que la muestra se re-
coja en la intimidad de una depen-
dencia próxima al laboratorio. De lo
contrario, se debe llevar al laborato-
rio antes de transcurrida una hora de
la recolección y si la motilidad de los
espermatozoides es anormalmente
baja (menos de 25% con motilidad
progresiva rápida), se debe examinar
una segunda muestra lo antes posible
después de la recolección.
Si se van a realizar pruebas de la
función de los espermatozoides, es
Tabla 2. Indicaciones del espermograma
Infertilidad
Infecciones genitales
Varicocele
Pérdidas fetales recurrentes
Vasectomía
Criptorquidia
Tratamientos médicos (quimioterapia, sulfasalazina, etc.)
Lesiones en escroto
Orquitis por paperas
Exposición ocupacional a tóxicos
Vasovasostomía (reversión de la vasectomía)
Toro-Montoya AI.
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fundamental separar los espermatozoides del plasma seminal antes de una hora de la pro-
ducción del eyaculado.
La muestra se debe obtener mediante masturbación y eyacularse dentro de un recipiente de
vidrio o plástico de boca ancha que esté limpio; si se usa plástico, se debe verificar la ausencia
de efectos tóxicos sobre los espermatozoides. El recipiente debe estar tibio para reducir al
mínimo el riesgo de choque por frío.
Si se va a hacer un análisis bacteriano, el paciente debe orinar y luego lavarse y enjuagarse
las manos y los genitales antes de recoger la muestra en un recipiente estéril. No se debe usar
condón para recoger el semen porque se puede comprometer la vitalidad de los espermato-
zoides.
Cuando por circunstancias especiales no es posible obtener el semen mediante masturba-
ción, existen condones de plástico específicos para este fin. El coitus interruptus no es acep-
table para hacer la recolección del semen, porque puede perderse la primera porción del
eyaculado, que suele contener la mayor concentración de espermatozoides. Además, hay
contaminación celular y bacteriológica de la muestra y el pH ácido del líquido vaginal ejerce
una influencia adversa sobre la motilidad de los espermatozoides.
Las muestras incompletas no se deben analizar, en particular si se pierde la primera porción
del eyaculado.
La muestra se debe proteger de las temperaturas extremas (no menor de 20°C ni mayor de
40°C) durante el traslado al laboratorio.
El recipiente debe rotularse con el nombre del paciente, la fecha y hora de la recolección, y
la duración de la abstinencia.
Las muestras de semen se deben analizar a más tardar dentro de la primera hora después de
su recolección. Se debe tener en cuenta que las muestras de semen pueden contener patógenos
transmisibles, como son el virus de la inmunodeficiencia humana (VIH), el virus de la hepatitis B
y el herpesvirus, por lo tanto deben ser manipuladas con extrema precaución [13].
Algunas causas de error incluyen la forma en que se recolectó la muestra: si fue por mas-
turbación, como debe tomarse, o si por interrupción del coito; también si se recogió toda la
muestra o sólo una parte. Finalmente, debe tenerse en cuenta que a pesar de que el espermo-
grama arroje resultados normales, puede haber otro tipo de anormalidades que sólo se mani-
fiestan en los análisis complementarios o funcionales, particularmente cuando hay problemas
de fertilidad [6].
Parámetros macroscópicos del espermograma
La evaluación del semen se debe realizar lo más pronto posible. Los parámetros macroscópi-
cos iniciales incluyen la evaluación de la apariencia, la licuefacción, la viscosidad o consistencia,
la determinación del volumen de la muestra y su pH.
Apariencia
El semen tiene una apariencia homogénea y un color entre blanco y gris claro, y ocasional-
mente amarilloso en pacientes con ictericia o que consumen ciertas vitaminas [13]. Un color
rosado o rojo sugiere la presencia de sangre (hematospermia).
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Licuefacción
El semen se coagula casi inmediatamente después de su eyaculación, para nuevamente li-
cuarse 5 a 40 minutos después, por la acción del antígeno específico de próstata. En algunos
casos, la licuefacción no se completa hasta después de una hora y se debe informar; sin embargo,
su significado clínico es controvertido [14, 15]. En los casos en que la licuefacción ocurra antes de
que la muestra sea evaluada en el laboratorio, se le debe preguntar al paciente si observó los coá-
gulos previos a la licuefacción. También es posible que el semen no se licue. Es normal observar
coágulos gelatinosos en las muestras y no se asocian con problemas de infertilidad [16].
La muestra se debe mezclar cuidadosamente en el recipiente antes de tomar una parte para el
análisis, con el fin de garantizar un recuento acertado. Si la muestra no se licua, se le puede agregar
un volumen igual de solución salina o de un medio de cultivo y mezclar repetidamente con una
pipeta. No se debe olvidar el factor de dilución al calcular el resultado del recuento e informar que
debido a anormalidad en la licuefacción, se tuvo que disolver la muestra en una solución [13].
Volumen
El volumen del semen está conformado por las secreciones de varias glándulas. Los testículos
y el epidídimo sólo contribuyen con el 5% del contenido (principalmente espermatozoides y tes-
tosterona), en tanto que las vesículas seminales aportan entre el 46% y el 80% (enzimas responsa-
bles de la coagulación del semen y fructosa), la próstata entre el 13% y el 33% (varias sustancias,
entre ellas el antígeno específico de próstata que participa en la licuefacción del semen) y las
glándulas bulbouretrales y uretrales entre el 2% y el 5% (sustancias lubricantes y ocasionalmente
anticuerpos causantes de infertilidad) [17].
El volumen se debe medir con un cilindro graduado de base cónica o con una pipeta estéril
de 5 mL o 10 mL y no se deben usar jeringas plásticas, ya que pueden alterar la motilidad de
los espermatozoides [13]. El volumen normal del eyaculado debe ser mayor o igual a 2 mL. Un
volumen menor se asocia con una deficiencia en la secreción de las vesículas seminales o con
una eyaculación retrógrada, en tanto que volúmenes mayores de 6 mL se asocian con varicocele
o con períodos largos de abstinencia [16].
Viscosidad o consistencia
La viscosidad o consistencia del semen se puede evaluar aspirando la muestra en una pipeta
de 5 mL y permitiendo la caída libre de las gotas para observar la longitud del filamento que se
forma. Una muestra normal deja caer gotas pequeñas y bien definidas o un filamento no mayor
de 2 cm. Una viscosidad anormal puede dificultar la determinación de ciertos parámetros, como
son el recuento de espermatozoides y la motilidad. Una viscosidad aumentada puede ser el
resultado de una inflamación crónica de la próstata, pero también se asocia con alto contenido
de moco y con la presencia de anticuerpos antiespermatozoides [16, 18, 19]. En estos casos, se
recomienda diluir la muestra con una solución, como se describió previamente.
pH
El pH se debe medir dentro de la primera hora de recolección de la eyaculación. Para ello,
se utiliza una gota de semen sobre papel de pH y se hace la lectura a los 30 segundos. El valor
normal está entre 7,2 y 7,8. Valores de pH por encima de 7,8 hacen pensar en una infección o
en una anormalidad de la función secretora de la próstata [1], en tanto que valores por debajo de
6,5 ó 7,0 en una muestra sin espermatozoides (azoospermia), hacen pensar en una obstrucción
de las vías eyaculatorias, en ausencia bilateral congénita de los vasos deferentes o en una anor-
malidad funcional de las vesículas seminales [13].
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Parámetros microscópicos del espermograma
El examen microscópico del semen incluye la evaluación de la motilidad, la vitalidad, el
recuento y la morfología de los espermatozoides, y el examen citobacteriológico, en el cual se
busca la presencia de otros elementos celulares diferentes a los espermatozoides, como son los
leucocitos y las bacterias. Si en el examen microscópico se observa aglutinación de los esperma-
tozoides, es recomendable buscar anticuerpos antiespermatozoides. Es de gran importancia que
cada laboratorio estandarice su metodología para el examen microscópico, con el fin de que
todas las muestras sean evaluadas de igual manera.
Se debe hacer un análisis microscópico inicial de la muestra sin diluir para estimar el número
de espermatozoides por campo y decidir sobre la dilución a utilizar para la determinación de los
parámetros microscópicos. Se utiliza un volumen de semen de 10 µL entre lámina y laminilla,
a una magnificación de 100X (lente objetivo de 10X y ocular de 10X), que permita la visualiza-
ción de filamentos de moco y la aglutinación de los espermatozoides. Luego se debe pasar a
una magnificación de 400X, como se describe en la tabla 3; por ejemplo, si a una magnitud de
400X se observan entre 40 y 200 espermatozoides por campo (ver figura 3), para el recuento se
debe diluir la muestra 1:20 (1 parte de semen + 19 partes del diluyente para recuento). La tem-
peratura para evaluar la motilidad y progresión de los espermatozoides idealmente debe ser de
37°C; sin embargo, se puede hacer entre 20°C y 24°C siempre y cuando sea constante, ya que la
temperatura afecta la motilidad de los espermatozoides [17]. Todos los parámetros microscópicos
se deben procesar por duplicado.
Tabla 3. Factores de dilución y conversión para hacer el recuento en cámara de Neubauer [13]
Espermatozoides
por campo de 400X
Dilución
(semen + diluyente)
Factores de conversión
Número de cuadrados contados
25 10 5
<15 1:5 (1 + 4) 20 8 4
15-40 1:10 (1 + 9) 10 4 2
40-200 1:20 (1 + 19) 5 2 1
>200 1:50 (1 + 49) 2 0,8 0,4
Figura 3. Observación inicial de una gota de semen, entre
lámina y laminilla, en la que se pueden contar aproximada-
mente unos 150 espermatozoides. 400X
Motilidad
La motilidad de los espermatozoides se
evalúa en una muestra de 10 µL entre lámina
y laminilla, por duplicado. Es importante estan-
darizar el volumen a usar y el tamaño de la la-
minilla (20x20 mm o 24x24 mm), de manera
que para el análisis se utilice una muestra con
una profundidad entre 25 µm y 30 µm, la cual
garantiza el movimiento libre de los espermato-
zoides [16]. Se debe adoptar un sistema, como
el que se observa en la figura 4, que permita
el recuento de 200 espermatozoides por placa,
con una magnificación de 400X a 600X, con el
fin de clasificar su motilidad de acuerdo a los
siguientes parámetros:
Motilidad “a”: espermatozoides con motilidad progresiva rápida, a una velocidad de pro-
gresión ≥ 25 µm/segundo a 37°C, lo que equivale a la mitad de la cola en distancia o a 5
cabezas.
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Motilidad “b”: espermatozoides
con motilidad progresiva lenta, a
una velocidad de progresión en-
tre 5 y 25 µm/segundo a 37°C, lo
que equivale a la mitad de la cola
en distancia.
Motilidad “c”: espermatozoides
con motilidad no progresiva.
Motilidad “d”: espermatozoides
inmóviles.
En la tabla 4 se enuncian los
factores que pueden afectar la mo-
tilidad de los espermatozoides [1] y
en la figura 5 se observa una gráfica
para determinar si la diferencia de los
valores encontrados en los recuentos
duplicados es aceptable y se pueden
informar los resultados, o si por el
contrario, hubo errores en el recuen-
to de la motilidad y se debe repetir el
proceso completo [13].
Vitalidad
El parámetro que evalúa la vita-
lidad de los espermatozoides es útil
para saber si los espermatozoides in-
móviles están vivos o muertos [10].
El porcentaje de espermatozoides
vivos se puede determinar por varios
métodos, siendo la coloración con
eosina, el método más utilizado. Se
mezcla una gota (10 µL a 15 µL) del
semen con una gota del colorante
con eosina al 0,5% en una lámina
Tabla 4. Factores que afectan la motilidad de los espermatozoides [1]
Varicocele
Desórdenes endocrinos
Infecciones genitales
Anticuerpos antiespermatozoides
Bacteriospermia (bacterias en el semen)
Defectos en la cola
Anormalidades en las secreciones de la próstata o vesículas seminales
Hábito del cigarrillo
Consumo excesivo de licor
Drogas
Estrés
Figura 4. Ejemplo de un sistema que facili-
ta el recuento de la motilidad de los esper-
matozoides [13].
0102030
Porcentaje promedio
Diferencia entre porcentajes
40 50
0
5
10
15
N=400
N=200
N=100
Figura 5. Rango de diferencias que se espera que ocurran en el 95%
de las muestras, causadas por errores en el recuento, por duplicado, de
100, 200 y 400 espermatozoides. Diferencias mayores sugieren un error
de dilución en el recuento o una distribución no uniforme de los esperma-
tozoides en el semen diluido. Nótese el mayor error estadístico asociado
con el recuento de sólo 100 espermatozoides.
Ejemplo 1. Se obtuvo una motilidad en los recuentos por duplicado de
200 espermatozoides así: motilidad “a” = 3% en una de las muestras y
20% en la otra; motilidad “b” = 32% y 40%; motilidad “c” = 5% y 5%;
motilidad “d” = 60% y 35%, respectivamente. Se utiliza la categoría de
motilidad más frecuente para el paciente; en este caso es la motilidad
“d” (60% y 35%), que dan un promedio de 47,5% y una diferencia entre
ambos recuentos de 25%. De acuerdo con la gráfica, se observa que
para un recuento de 200 espermatozoides en cada muestra por duplica-
do y para un promedio de 47,5%, sólo puede haber una diferencia entre
ambos recuentos de 10%; sin embargo, la diferencia fue de 25%. Sólo es
necesario comparar las diferencias en los recuentos del tipo de motilidad
más frecuente. Los resultados se deben descartar y se debe proceder a
preparar una muestra adecuada para un nuevo recuento.
Ejemplo 2. Se obtuvo una motilidad en los recuentos por duplicado de
200 espermatozoides así: motilidad “a” = 32% y 25%; motilidad “b” =
4% y 3%; motilidad “c” = 4% y 4%; motilidad “d” = 60% y 68%, res-
pectivamente. Se utiliza la categoría de motilidad más frecuente para el
paciente; en este caso también es la motilidad “d” (60% y 68%), que dan
un promedio de 64% y una diferencia entre ambos recuentos de 8%. La
gráfica sólo muestra hasta un porcentaje promedio de 50%; en estos
casos, se resta 100%-64% y da un valor de 36%. Este valor se lleva a la
gráfica, la cual muestra que para un recuento de 200 espermatozoides y
para un promedio de 36%, sólo puede haber una diferencia entre ambos
recuentos de 9,5%. Como la diferencia fue de sólo 8%, se pueden infor-
mar los resultados [13].
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portaobjeto y se cubre con una laminilla, se deja
reposar la muestra 30 segundos y se procede
a contar 200 espermatozoides (coloreados y no
coloreados), con una magnificación de 400X
[16]. Los espermatozoides vivos tienen su mem-
brana intacta que impide la penetración del co-
lorante, en tanto que los muertos adquieren la
coloración, como se observa en la figura 6. El
resultado se expresa en porcentaje.
Es importante comparar el resultado de la
vitalidad con el de los espermatozoides inmó-
viles, ya que el porcentaje de espermatozoides
muertos no debe ser mayor que el de los inmó-
viles o sólo mínimamente (dentro de los errores
permitidos en los recuentos).
Recuento
Para el recuento de espermatozoides se puede utilizar la cámara de Neubauer. Se cuentan en
el cuadrante central que se utiliza para el recuento de los glóbulos rojos, como se observa en la
figura 7 (área azul). Con base en lo estimado en la observación inicial de la muestra, se diluye el
semen, se llenan ambos lados de la cámara de Neubauer con 10 µL de la dilución y se procede
a contar con una magnificación de 200X a 400X. Para las muestras que contienen menos de 10
espermatozoides en el cuadrado grande central (azul en la figura 7), se deben contar en todo
el cuadrado (que contiene 25 cuadrados pequeños); para las muestras que contienen entre 10 a
40 espermatozoides en el cuadrado grande central, se pueden contar 10 cuadrados pequeños,
de los 25; y para las muestras que contienen más de 40 espermatozoides en el cuadrado grande
central, se pueden contar sólo 5 cuadrados pequeños (cuadrados 1 a 5 en la figura 7). Si hay
espermatozoides sobre la línea que divide a dos cuadrados adyacentes, sólo se cuentan los que
estén en el lado superior y en el lado izquierdo, descartando los que estén en el lado inferior y
en el lado derecho [13], como se observa en la figura 8. Los resultados de ambos lados de la cá-
Figura 7. Para determinar la concentración de esperma-
tozoides por mL de semen y el recuento total, se utiliza
el área central de la cámara de Neubauer. El número de
cuadrados pequeños en los que se cuentan los esper-
matozoides depende de cada muestra.
Figura 8. Para el recuento de espermatozoides, se cuen-
tan las células que estén en la parte superior e izquierda
del cuadrado (color naranja), y no se cuentan las que es-
tén en la parte inferior y derecha (color verde).
Figura 6. Muestra de semen coloreada con eosina, en la
que se observan espermatozoides vivos (sin coloración) y
muertos (con coloración). 400X
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mara se promedian y el valor se divide por el factor de conversión (ver tabla 3); el resultado final
corresponde al número (en millones) de espermatozoides por mL de eyaculado o concentración
de los espermatozoides por mL. El recuento de espermatozoides también se debe informar como
número total de espermatozoides en el eyaculado o recuento total de espermatozoides [16].
Ejemplo:
en una muestra de semen se contaron 25 espermatozoides por campo (400X) en
la observación inicial. Esto sugiere que para el recuento en la cámara de Neubauer se debe
diluir la muestra 1:10. Luego de contar 10 cuadrados pequeños en ambos lados de la cámara,
se obtuvo un promedio de 60 espermatozoides (55 en un lado y 65 en el otro). Este valor se
divide por el factor de conversión, que en este caso es 4 (ver tabla 3) y se obtiene el resultado
de 15 millones de espermatozoides por mL de eyaculado. Si el volumen total del eyaculado
era de 2 mL, el recuento total de espermatozoides es de 30 millones.
Si los recuentos en ambos lados de la cámara muestran mucha variación, significa que la
muestra no es homogénea, ya sea por que no se haya mezclado adecuadamente, por aglutina-
ción de los espermatozoides o por presencia de grumos. Se debe preparar una nueva dilución,
mezclándola bien o diluyéndola aún más. Cuando el número de espermatozoides es muy bajo
en la observación inicial (oligozoospermia o control de una vasectomía), la muestra se debe cen-
trifugar antes de hacer el recuento en la cámara de Neubauer [20].
El recuento debe incluir sólo los espermatozoides completos con cabeza y cola. Los defectuo-
sos que sólo tengan cabeza o cola, se deben contar aparte e informar en el resultado.
Los recuentos mayores de 250 millones por mL (polizoospermia) se asocian con anormali-
dades cromosómicas [21], bajo contenido de ATP [22], función acrosomal alterada [23] y mayor
riesgo de pérdida fetal [24]. La oligozoospermia por el contrario, se asocia con una variedad de
entidades, como son las alteraciones cromosómicas, varicocele, problemas endocrinos, orquitis
por paperas y factores externos como la exposición a rayos X, medicamentos y productos quí-
micos, entre otros [25-28]. La azoospermia o ausencia de espermatozoides en el semen, puede
tener un origen obstructivo, que impide la liberación de los espermatozoides en el eyaculado, o
un origen no obstructivo, causado por una falla testicular severa [29]; también es el resultado de
una vasectomía realizada con éxito [30].
Morfología
La evaluación de la morfología de los espermatozoides consiste en el examen detallado de
200 espermatozoides en una placa coloreada con coloración de Papanicolaou (idealmente) o
con coloración de Gram, por duplicado [17]. Se debe utilizar un objetivo ocular de 10X y un ob-
jetivo de inmersión de 10X, seleccionando varias áreas sistemáticamente. Según la Organización
Mundial de la Salud, es normal encontrar sólo el 30% de los espermatozoides normales en los
individuos fértiles [13], pero se han informado estudios de individuos fértiles con un promedio de
espermatozoides con morfología normal de sólo 20% (rango entre 15% y 35%) [31].
La evaluación de las anormalidades morfológicas debe incluir los defectos de la cabeza, del
segmento intermedio, la cola y la presencia de gotas citoplásmicas mayores que 1/3 a 1/2 del
tamaño de una cabeza normal, como se esquematiza en la figura 9 [13]. Para que un esperma-
tozoide sea considerado normal, la cabeza, el segmento intermedio y la cola deben ser normales.
La cabeza debe ser ovalada, con una longitud aproximada entre 4 y 5 µm y un ancho entre 2,5
y 3,5 µm; la región acrosomal debe ocupar entre el 40% y el 70% de la cabeza; el segmento
intermedio debe tener un ancho menor de 1 µm y una longitud aproximada de una cabeza y
media; las gotas citoplásmicas deben tener un tamaño menor que 1/3 a 1/2 de una cabeza nor-
mal y la cola debe ser derecha y uniforme, más estrecha que el segmento intermedio, debe estar
desenrollada y medir aproximadamente 45 µm de largo [13, 32]. Las vacuolas que ocupan más
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Figura 9. Representación esquemática de algunas anormalidades de los espermatozoides. Tomado y modificado del Manual
de laboratorio de la OMS para el examen del semen humano y de la interacción entre el semen y el moco cervical [13].
Defectos de cabeza
Acintado Periforme
Sin
acrosoma
Pequeña
Cuello
doblado
Corta Doblada Enrollada Doble
Inserción
asimétrica
Grueso Delgado
Grande Vacuolada
Mayor de 1/3 a 1/2 del
tamaño de la cabeza
Doble
Gota citoplásmica
Defectos de segmento intermedio
Defectos de cola
Cabezas amorfas
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del 20% de la cabeza se consideran anormales [17]. Para el recuento morfológico diferencial,
sólo se deben incluir los espermatozoides con cola, las células inmaduras no se cuentan pero se
deben informar, al igual que las cabezas y las colas aisladas. Los espermatozoides se deben clasi-
ficar como normales, con defecto de cabeza, con defecto en el segmento medio o con defecto
en la cola; si un espermatozoide tiene más de un defecto, se puede informar con el defecto más
importante en este orden: cabeza, segmento intermedio, cola. El resultado se expresa en porcen-
taje, después de contar 200 espermatozoides por duplicado. No es necesario informar todas las
variaciones encontradas en los espermatozoides, pero sí los defectos más frecuentes.
Otros elementos celulares
En las muestras coloreadas también se identifica la presencia de otros tipos de células como
son los leucocitos, las formas inmaduras de los espermatozoides, las células epiteliales del tracto
uretral y de la próstata, y microorganismos. La presencia de abundantes células poligonales cu-
biertas con bacterias sugiere que la muestra fue tomada por coitus interruptus y que las células
tienen su origen en el epitelio vaginal [16]. Las “células redondas” que corresponden a formas
inmaduras de los espermatozoides o a leucocitos se pueden confundir y su correcta identificación
es de utilidad en algunas circunstancias. La presencia de abundantes formas inmaduras en el se-
men hace pensar en un daño en la espermatogénesis, como resultado de una anormalidad en los
túbulos seminíferos, varicocele u otra alteración en los testículos [33, 34]. Si las células redondas
se encuentran a una concentración superior a 2 millones por mL, se debe hacer la diferenciación
entre las formas inmaduras y los leucocitos con coloraciones especiales, como la técnica de la pe-
roxidasa [16]. Un número elevado de leucocitos (leucocitospermia) sugiere la presencia de una in-
flamación o de una infección en las glándulas accesorias sexuales y se asocia con una mala calidad
del semen [16, 35]. El semen normal debe contener menos de 1 millón de leucocitos por mL.
En las figuras 10 a 33 se observan muestras directas y coloreadas con espermatozoides nor-
males, anormales y con diferentes elementos celulares.
Aglutinación
La aglutinación de los espermatozoides puede ocurrir cabeza con cabeza, segmento inter-
medio con segmento intermedio, cola con cola o puede ser mixta, por ejemplo cabeza con
cola. La aglutinación es sugestiva de presencia de anticuerpos antiespermatozoides [16, 17] y se
debe evaluar al momento de determinar la motilidad de los espermatozoides. Se puede informar
semicuantitativamente en escala de cruces. En la figura 34 se observan algunos patrones de aglu-
tinación de los espermatozoides.
Anticuerpos antiespermatozoides
Los anticuerpos antiespermatozoides en el semen usualmente son del tipo IgA e IgG, y rara
vez del tipo IgM debido a su gran tamaño. Su producción puede ser el resultado de un trauma
testicular, infecciones genitales, obstrucción de los conductos genitales o de orquitis por paperas
[36]. Los anticuerpos antiespermatozoides pueden inducir la aglutinación, inmovilización o lisis
de los espermatozoides [1].
Para esta prueba se utilizan dos técnicas: la técnica con inmunoesferas y la reacción mixta de
antiglobulinas (MAR). Para que estas pruebas sean válidas, debe haber al menos 200 espermato-
zoides móviles disponibles.
La prueba con inmunoesferas consiste en unas esferas de poliacrilamida que están cubiertas
con antiinmunoglobulinas humanas, las cuales se adhieren a los anticuerpos antiespermatozoides
(unidos a los espermatozoides), si están presentes en el semen. Con una magnificación de 400X, se
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Figura 10. Espermatozoide normal. La cabeza debe tener
una longitud aproximada entre 4 y 5 µm y un ancho entre
2,5 y 3,5 µm. Coloración de Gram. 1000X
Figura 12. Espermatozoide con vacuolas anormales. Colo-
ración de Gram. 1000X
Figura 14. Espermatozoides con defecto de cabeza. Colo-
ración de Gram. 1000X
Figura 15. Espermatozoides con defecto de cabeza. Colo-
ración de Gram. 1000X
Figura 13. Espermatozoide con defecto de cabeza. Colora-
ción de Gram. 1000X
Figura 11. Espermatozoide normal. La cola debe ser de-
recha y uniforme, debe estar desenrollada y medir aproxi-
madamente 45 µm de largo. Coloración de Papanicolaou.
1000X
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Figura 16. Espermatozoide con defecto de cabeza (flecha
negra) y cola (flecha roja). Coloración de Gram. 1000X
Figura 18. Espermatozoide con defecto de cabeza (doble).
Coloración de Gram. 1000X
Figura 20. Espermatozoides con defectos de cola. Colora-
ción de Gram. 1000X
Figura 21. Espermatozoides con defectos de cola (flechas).
Coloración de Papanicolaou. 1000X
Figura 19. Espermatozoide con defecto de cola (doble).
Coloración de Gram. 1000X
Figura 17. Espermatozoide con defecto de cabeza (flecha)
y espermatozoide normal. Coloración de Papanicolaou.
1000X
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Figura 22. Espermatozoides con defecto de cabeza (1); ca-
beza y segmento intermedio (2); y espermatozoide normal
(3). Coloración de Gram. 1000X
Figura 24. Gota citoplásmica anormal (flecha). Coloración
de Gram. 1000X
Figura 26. Espermatozoides con defecto de cabeza (1);
cabeza y segmento intermedio (2); cola (3); y espermato-
zoides normales (4). Coloración de Gram. 1000X
Figura 27. Espermatozoides con defecto de cabeza (1);
cabeza y segmento intermedio (2); cabeza y cola (3); y es-
permatozoides normales (4). Coloración de Papanicolaou.
1000X
Figura 25. Gota citoplásmica anormal (flecha). Coloración
de Papanicolaou. 1000X
Figura 23. Espermatozoides con defecto de cabeza (1); ca-
beza y segmento intermedio (2); cola (3); y espermatozoi-
des normales (4). Coloración de Papanicolaou. 1000X
1
1
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